Agyérbetegségek 2002;7(4):6-11.

PATOFIZIOLÓGIA

A (-)deprenyl hatása kísérletes agyi ischaemiában

dr. Simon László, dr. Szilágyi Géza, dr. Bori Zoltán, dr. Orbay Péter, dr. Nagy Zoltán
Országos Pszichiátriai és Neurológiai Intézet, Agyérbetegségek Országos Központja, Budapest

 

Összefoglaló

Bevezetés: A (-)deprenyl védi a neuronokat az oxidatív károsodástól; az intracelluláris onkoproteinek (például Bcl-2) expresszióját befolyásolva segít fenntartani a mitochondrialis membránpotenciált. A (-)deprenylkezelés protektív hatását még nem vizsgálták a penumbrarégióban, patkány permanens arteria cerebri media occlusiós modellben (pACMO).
Anyag és módszer: A pACMO-t követően a (-)deprenylt folyamatosan adtuk. Két nappal később az állatokat dekapitáltuk és meghatároztuk az infarktustérfogatot. Megszámoltuk a TUNEL-kaszpáz-3 és TUNEL-NeuN kettős jelölésű sejteket. Az agyi plaszticitást a GAP-43 (Growth Associated Protein-43) immunhisztokémiával jellemeztük.
Eredmények: A TUNEL-módszer során jelölődő sejtek száma 60 mintára átlagolva a kezelt patkányokban 17±12, míg a kontrollokban 28±25 (p=0,002). A TUNEL-kaszpáz-3 kettős jelölésű sejtek száma 30 mintában átlagolva a kezelt állatokban 3±3, míg a kontrollállatokban 8±6 (p=0,0003). A (-)deprenylkezelés növelte a GAP-43 immunpozitív sejtek számát.
Következtetés: A (-)deprenyl csökkentette az érintett sejtek számát és plaszticitási jelenségeket indukált az infarktust körülvevő kérgi területen.

 

Az agyat érő ischaemiás károsodás neuronvesztéssel, necrosissal és apoptózissal jár (1–3). Ezért minden terápiás beavatkozás elsődleges célja a károsodott agy térfogatának csökkentése, és így a neurológiai károsodás minimalizálása. További cél lehet még az agyi plaszticitás aktiválása az infarktus körüli gyűrűben, az agykéreg területén, ami javíthatja a rehabilitációt (4, 5).

A (-)deprenyl a (-)metamfetamin N-propargyl analógja, széles körben ismert MAO-B-antagonista szer (6–8), jól dokumentált antiparkinzon hatással. A (-)deprenyl hatásmechanizmusait és klinikai hasznosságát a neurodegeneratív betegségek területén Tatton és munkatársai már demonstrálták irodalmi áttekintésükben (9). A (-)deprenyl a H2O2-termelődés csökkentésével képes megvédeni a neuronokat az oxidatív károsodástól és a pusztulástól (10). Sztereospecifikusan csökkenti a hippocampalis neuronok ischaemiát és hypoxiát követő pusztulását a CA1-régióban (11), valamint befolyásolni tudja néhány glia- és neuronpopuláció növekedési folyamatait.

A (-)deprenylnek jól jellemezhető az apoptózis elleni hatása (9, 12); több szinten is befolyásolja az ischaemiás stroke állapotot (13–19). Permanens ACMO stroke modellben a (-)deprenyl hét nap után szignifikánsan csökkentette a laesio méretét (13, 20), de hatásmechanizmusát és protektív hatásának pontos mértékét csak in vitro modellekben értékelték.

PC12-sejtkultúrán demonstrálták, hogy a (-)deprenyl serkenti a Bcl-2 kifejeződését és csökkenti az apoptózist mutató sejtek számát (21). A megnövekedett mennyiségű Bcl-2 segít funkcionálisan épen tartani a mitochondriumokat (22). [A Bcl-2 apoptózis ellenes protein, amely az ugyanabba a fehérjecsaládba tartozó proapoptótikus fehérjék (például Bax, Bad, Bid) túlsúlyának hatását kivédve megakadályozza a citokróm C kiszabadulását a mitochondriumokból, és így megakadályozza az apoptózis végrehajtó gépezetének aktiválódását (23, 24)].

A Bcl-2 mennyiségének növekedése jellemző az axonalis növekedési kúpokban és részt vehet a szinaptikus plaszticitás szabályozásában (25). A Bcl-2 és Bcl-XL génterápiás próbálkozások során a GAP-43 (Growth Associated Protein-43) kifejeződésének növekedését figyeltük meg (nem publikált eredmény). Már felvetődött, hogy a GAP-43-kifejeződés mértékének fokozódása megnövekedett szinaptikus plaszticitást jelezhet, és megjelenése jellemző a pACMO-t követő neuronalis plaszticitási jelenségek során (26). A GAP-43-at már használták az axonsarjadzás markereként; a neuronalis plaszticitás megnövekedésére utal (27, 28).

Ebben a dolgozatban azokra a mechanizmusokra koncentrálunk, amelyek segítségével a (-)deprenyl csökkenti az infarktus térfogatát. Az apoptótikus neuronokat, valamint más sejteket fluoreszcens immunhisztokémiai módszerrel jelöltük meg, és az infarktus körül található penumbra területét az adott területre eső számukkal jellemeztük. Megfestettük továbbá az infarktus körüli régió GAP-43-ra nézve pozitív sejtjeit, amelyek jelenlétét a neuronalis plaszticitás és túlélés jeleként értékeltük (29).

 

Anyag és módszer

A kísérleti állatok 320–460 g testtömegű hím Wistar patkányok voltak (n=20). Az állatokat az Európai Unió megfelelő rendelkezéseivel összhangban tartottuk és kezeltük. A kísérleti folyamatot a helyi Etikai Bizottság megvizsgálta és elfogadta.

A laesio indukciója

A kísérleti állatokat 4% halotánnal altattuk, majd a mély narkózist 70% N2O és 30% O2 keverékében 2–2,5% halotánnal tartottuk fenn, maszk segítségével. A pACMO kivitelezéséhez standardizált technikát használtunk. Az ischaemiás laesiót a bal oldali arteria cerebri media (ACM) agyfelszínen végzett elektrokoagulálásával hoztuk létre (30). (Körülbelül 3 mm átmérőjű csontablakot készítettünk éppen a bal oldali arteria cerebri media felett. Eltávolítottuk a dura matert. Ezt követően azonosítottuk az arteria cerebri mediát, majd bipoláris koagulátor segítségével elzártuk a fő ágait.)

Kezelés

A kezelést az a. cerebri media permanens occlusióját követően azonnal alkalmaztuk. Az első csoportban (n=8) a kísérleti állatok 0,2 mg/ttkg/nap mennyiségű (-)deprenylt kaptak 0,9%-os fiziológiás sóoldatban, ozmotikus minipumpa segítségével, intraperitonealisan (Alzet, ALZA, Palo Alto, Kalifornia), 48 órán keresztül. A második csoportban (n=8) a kontrollállatok az a. cerebri media permanens occlusióját követően csak fiziológiás sóoldatot kaptak. A harmadik csoportba (n=2) tartozó patkányok (náluk az a. cerebri mediát nem zártuk le) két napig fiziológiás sóoldatot kaptak. A negyedik csoportba (n=2) tartozó állatok (az a. cerebri mediát nem zártuk le) két napig 0,2 mg/ttkg/nap mennyiségű (-)deprenylt kaptak 0,9%-os fiziológiás sóoldatban. A kísérleti állatokat két nap kezelés után dekapitáltuk.

Az infarktus térfogatának mérése

Az állatok agyát eltávolítottuk, felszeleteltük, majd a károsodott szövetek térfogatának méréséhez a 2 mm vastag, friss agyszeleteket 2,3,5-trifeniltetrazólium-klorid reakcióval (TTC-módszer) megfestettük (31). A TTC-reakció pirosra festi a mitochondrialis dehidrogenázokat. A fehéren maradt, nem festődött területet infarcerálódott agyszövetként azonosítottuk. Ezt követően a TTC-vel festett agyszeleteket lefényképeztük, a fényképeket digitalizáltuk, majd a laesio területét számítógépes morfometria segítségével az egyes agyszeletekben meghatároztuk. A művelet során az UTHSCA ImageTool nevű programot használtuk. Az egyes állatok infarktusának térfogatát mm3-ben kaptuk meg, a szeletvastagság és az infarcerálódott terület szorzatát összegezve, az adott állatból származó agyszeletekre nézve.

Immunhisztokémia

A 10%-os paraformaldehidben való fixálás, valamint a paraffinba való beágyazás után 20 mm-es metszeteket készítettünk a hematoxilin-eozin és krezilibolya festésekhez. A konfokális lézer pásztázó mikroszkópos (CLSM) tanulmányozáshoz előtisztított, szilánozott lemezekre 4 mm vastag metszeteket készítettünk. Az infarktus körüli régióban található apoptótikus sejtek azonosításához a törött DNS-végeket fluoreszcens TUNEL kit segítségével jelöltük meg (Boehringer-Mannheim); egyidejűleg kaszpáz-3 (Immunotech, egér anti-kaszpáz-3, előhígított) fluoreszcens immunhisztokémiát is végeztünk. A festés folyamán nem használtunk antigénfelfedő előkezelést, ezért az alapszintű kaszpáz-3-kifejeződést nem detektáltuk, a permanens a. cerebri media occlusiót követő fokozódott kaszpáz-3-expressziót viszont regisztráltuk (32). A neuronok azonosításához NeuN (Chemicon), egérben termelt, neuronsejtmagok elleni, elsődleges antitestet használtunk (1:100). TUNEL-NeuN és TUNEL-kaszpáz-3 kettősfestéseket készítettünk. Indirekt immunfluoreszcencia esetén másodlagos antitestként Alexa 568-hoz konjugált, kecskében termelt, egér ellenes antitestet (Molecular Probes) használtunk (1:100).

A fénymikroszkópos GAP-43 immunhisztokémiai vizsgálatnál az antigén jelenlétének láthatóvá tételéhez ABC Elite kitet használtunk, a neuronalis plaszticitás jellemzésére.

Fluoreszcens detektálás

BIO-RAD MRC 1024ES konfokális rendszert alkalmaztunk, amelyet Nikon DIAPHOT fordított mikroszkópra telepítettek (Donsanto). A fluoreszcens excitációhoz kripton-argon lézert használtunk, 488 nm-es és 568 nm-es hullámhosszakon. A detektálás standard filterkészlet segítségével folyt.

Mintavétel

A laesiót krezilibolya és hematoxilin-eozin festések alapján azonosítottuk. Az infarktust egy eosinophil sejtekből álló gyűrű veszi körül, ahol jellemző jelenség a szelektív neuronalis sejthalál (33, 34). Ezeket a sejteket intenzív TUNEL-festődés (35–37) és kaszpáz-3-overexpresszió jellemzi (32, 38).

A mintákat 1000 µm×1000 µm corticalis régióból vettük, a TUNEL-pozitív terület határán. Minden egyes 1000 µm×1000 µm-es területből három mintát vettünk, tehát metszetenként hat darabot. Az egyes minták mérete 270 µm×270 µm volt; nem fedték át egymást, és véletlenszerűen választottuk ki azokat. Az adatok elemzését az operátorhibák kizárása érdekében vakon végeztük. A kezelt és a kontrollcsoportban 60-60 mintát vettünk a TUNEL-módszerrel festett cortexből, 30-30 mintát a TUNEL-NeuN kettős festésű cortexből, és 30-30 mintát a TUNEL-kaszpáz-3 kettős festésű cortexből.

Az mRNS-termékek RT-PCR-analízise

A harmadik csoportba tartozó (az a. cerebri media permanens occlusióját nem szenvedett, 0,9%-os fiziológiás sóoldattal kezelt) állatokat, valamint a negyedik csoportba tartozó [az a. cerebri media permanens occlusióját nem szenvedett és 0,9%-os sóoldatban 0,2 mg/ttkg/nap mennyiségű (-)deprenyllel kezelt] állatokat 48 órás kezelés után dekapitáltuk. A parietalis cortexet és a subcorticalis struktúrákat homogenizáltuk, és előkészítettük a Bcl-2 és a GAP-43 mRNS reverz transzkriptáz-polimeráz láncreakció (RT-PCR) analíziséhez.

Statisztika

A térfogati adatokat Mann–Whitney-féle „U” teszttel elemeztük. A TUNEL-festett, kaszpáz-3-festett és NeuN-festett sejtek számlálásával nyert adatokat Student-féle t-próba segítségével elemeztük. Az eredményeket akkor tekintettük szignifikánsnak, ha p<0,05.

 

Eredmények

A kezelt állatokban a laesio mérete 48 órás, folyamatos (-)deprenylkezelést követően átlagosan 50%-kal csökkent (p<0,05). Kezelt állatokban az átlagos laesio mérete 36,5 mm3, míg a kontrollállatokban 65,8 mm3 volt (1. ábra).

1. ábra. A laesio mérete (-)deprenylkezelt és kontrollállatokban. Negyvennyolc órás, folyamatos (-)deprenylkezelés után a laesio térfogata csökkent. A kontrollállatokban az átlagos laesioméret 65,8±28,6 mm3, míg a kezelt állatokban 36,5±24,4 mm3 (p<0,05). Az eredmények átlag±SD alakban vannak megadva.

A laesio mérete (-)deprenylkezelt és kontrollállatokban. Negyvennyolc órás, folyamatos (-)deprenylkezelés után a laesio térfogata csökkent. A kontrollállatokban az átlagos laesioméret  65,8±28,6 mm3, míg a kezelt állatokban 36,5±24,4 mm3 (p<0,05). Az eredmények átlag±SD alakban vannak megadva.

Két nappal az a. cerebri media permanens occlusióját követően jól definiált ischaemiás laesiót észleltünk a krezilibolyával festett metszeteken. Az infarcerálódott területen neuronokat azonosítani nem lehetett, a kapillárisok endothelsejtjei és a gliasejtek azonban morfológiailag jól megőrzöttek voltak. Néhány metszetben különböző számban polymorphonuclearis (PMN) leukocytákat detektáltunk, főleg az infarcerálódott agyszövet perifériáján.

A TUNEL-módszerrel festett sejtek számát 60 mintára nézve és átlagolva a kezelt állatokban 17±12-nek, míg a kontrollállatokban 28±25-nek találtuk (p=0,002). A TUNEL-kaszpáz-3 kettős festéssel jellemzett sejtek száma 30 mintára nézve és átlagolva a kezelt csoportban 3±3, míg a kontrollcsoportban 8±6 volt (p=0,0003) (2a ábra). A TUNEL-módszerrel festett neuronok száma 30 mintára nézve és átlagolva a kezelt állatokban 6±6-nak, míg a kontrollállatokban 9±7-nek bizonyult (p=0,1460) (2b ábra). Az első csoportba tartozó állatok agyából származó metszeteken GAP-43 immunhisztokémiai metodikát követően az infarktust körülvevő corticalis zónában erősebb festődést tapasztaltunk, mint a második csoportba tartozó állatok agyából származó metszeteken. A GAP-43-pozitív sejtek szigorúan egy, a laesiót körülvevő, vékony gyűrű alakú, egészségesnek tűnő corticalis területen lokalizálódtak (3. ábra). Az RT-PCR-analízis kimutatta, hogy a (-)deprenylkezelt kontrollcsoportba tartozó állatok (4. csoport) temporalis cortexében a Bcl-2 mRNS-expresszió körülbelül 100%-kal fokozódott, a fiziológiás sóoldattal kezelt kontrollállatokhoz (3. csoport) képest. A 4. csoport temporalis cortexében a GAP-43 mRNS-expresszió csak kissé emelkedett a 3. csoport temporalis cortexéhez képest (4. ábra).

2. ábra. (a) TUNEL-kaszpáz-3 kettős jelölésű sejtek száma a kontroll- és a kezelt csoportban. A TUNEL-kaszpáz-3 kettős jelölésű sejtek száma 30 mintára nézve és átlagolva: 8±6 kontrollállatokban, 3±3 kezelt állatokban (p=0,0003). Az eredmények átlag±SD alakban vannak megadva. (b) A TUNEL-pozitív neuronok száma a kezelt és a kontrollcsoportban. A TUNEL-módszerrel festett neuronok száma 30 mintára nézve és átlagolva 9±7 a kontrollállatokban, 6±6 kezelt állatokban (p=0,1460). Az eredmények átlag±SD alakban vannak megadva.

(a) TUNEL-kaszpáz-3 kettős jelölésű sejtek száma a kontroll- és a kezelt csoportban. A TUNEL-kaszpáz-3 kettős jelölésű sejtek száma 30 mintára nézve és átlagolva:  8±6 kontrollállatokban, 3±3 kezelt állatokban (p=0,0003). Az eredmények átlag±SD alakban vannak megadva.  (b) A TUNEL-pozitív neuronok száma a kezelt és a kontrollcsoportban. A TUNEL-módszerrel festett neuronok száma 30 mintára nézve és átlagolva 9±7 a kontrollállatokban, 6±6 kezelt állatokban (p=0,1460). Az eredmények átlag±SD alakban vannak megadva.

3. ábra. (a) Periinfarktus gyűrű fénymikroszkópos felvétele patkánynál, a permanens arteria cerebri media occlusiót követően két nappal. A GAP-43-pozitív sejtek pirosak. A piros sejtek kizárólag a laesiót körülvevő, egészségesnek látszó, vékony, gyűrűszerű övben láthatóak. (b) Fénymikroszkópos felvétel (-)deprenyllel kezelt állatnál. (-)Deprenylkezelést követően a GAP-43-pozitív sejtek száma növekedett.

(a) Periinfarktus gyűrű fénymikroszkópos felvétele patkánynál, a permanens arteria cerebri media occlusiót követően két nappal. A GAP-43-pozitív sejtek pirosak. A piros sejtek kizárólag a laesiót körülvevő, egészségesnek látszó, vékony, gyűrűszerű övben láthatóak.  (b) Fénymikroszkópos felvétel (-)deprenyllel kezelt állatnál. (-)Deprenylkezelést követően a GAP-43-pozitív sejtek száma növekedett.

4. ábra. A (-)deprenyl növeli a GAP-43 és Bcl-2 mRNS-expresszióját. A GAP-43 mRNS-expressziója csak kissé változott a (-)deprenyllel kezelt naiv kontrollállatok (D, 3. csoport) temporalis cortexében a fiziológiás sóoldattal kezelt állatokhoz (S, 4. csoport) képest. A Bcl-2 mRNS-expressziója (-)deprenyllel kezelt naiv kontrollállatok (D, 3. csoport) temporalis cortexében a fiziológiás sóoldattal kezelt állatokhoz (S, 4. csoport) képest kétszeresére emelkedett.

A (-)deprenyl növeli a GAP-43 és Bcl-2 mRNS-expresszióját. A GAP-43 mRNS-expressziója csak kissé változott a (-)deprenyllel kezelt naiv kontrollállatok (D, 3. csoport) temporalis cortexében a fiziológiás sóoldattal kezelt állatokhoz (S, 4. csoport) képest. A Bcl-2 mRNS-expressziója (-)deprenyllel kezelt naiv kontrollállatok (D, 3. csoport) temporalis cortexében a fiziológiás sóoldattal kezelt állatokhoz  (S, 4. csoport) képest kétszeresére emelkedett.

 

Következtetések

A dolgozatban bemutattuk, hogy a (-)deprenyl, egy apoptózis ellenes tulajdonságokkal jellemezhető vegyület, csökkenti a TUNEL-pozitív sejtek számát, valamint a TUNEL-pozitív és kaszpáz-3 overexpresszáló sejtek számát az a. cerebri media permanens occlusióján átesett patkányagyban, s ez az infarktus nagyságának csökkenéséhez vezet. A (-)deprenyl emellett serkenti a stroke-ot követő neuronalis plaszticitási folyamatokat. Az itt bemutatott kísérletek során, 48 órával az a. cerebri media permanens occlusióját követően, pillanatfelvételt készítettünk a patkányagyban fejlődő ischaemiás laesióról. Ha a TUNEL-pozitivitással, valamint a növekedett kaszpáz-3-pozitivitással jellemzett sejthalált és károsodást százalékban fejezzük ki és a fiziológiás sóoldattal kezelt állatok 100%-ához hasonlítjuk, akkor a (-)deprenyllel kezelt állatokban a TUNEL-pozitív sejtek száma 40%-kal, a TUNEL-pozitív és kaszpáz-3 overexpresszáló sejtek száma 60%-kal, a TUNEL-pozitív neuronok száma 30%-kal, a kaszpáz-3-at overexpresszáló sejtek száma pedig 32%-kal csökkent. Fontos továbbá megjegyezni, hogy a vizsgált régióban nem kizárólag csak a neuronokat fenyegeti veszély.

A (-)deprenylkezelés növelte a túlélő sejtek számát. A kizárólag TUNEL-pozitív sejtek viszonylag nagy száma jelzi, hogy a mintavételi területen necroticus folyamatok is végbemehetnek (39, 40). A Ca2+-influxot és kalpainaktivációt követő necrosis, valamint a kaszpáz-kaszkád aktivációval járó apoptózis szoros kapcsolatban állnak egymással és több szinten is összefonódnak (41).

Azonban, mivel az oxidatív stressz károsíthatja a DNS-t, s ez a károsodás mind egyszálú, mind kétszálú DNS-törésekkel járhat (42, 43), lehetséges, hogy a TUNEL-pozitív sejtek számának szignifikáns csökkenése részben a (-)deprenyl közvetlen gyökfogó aktivitásának köszönhető. A (-)deprenyl közvetlen gyökfogó hatást gyakorolhat a másodlagos peroxigyökökre (17). Mi több, a (-)deprenyl hosszú távon megváltoztatja a Cu/Zn szuperoxid-dizmutáz (SOD1) és a Mn-szuperoxid-dizmutáz gyökfogó fehérjék expresszióját is, lehetővé téve ezzel a fokális agyi ischaemia elleni prekondicionálást (9). Lehetséges, hogy a (-)deprenyl protektív hatása legalábbis részben annak köszönhető, hogy a gliceraldehid-3-foszfát-dehidrogenáz enzimhez kötődik (44), részben pedig annak, hogy megváltoztatja a génexpressziót, különös tekintettel a Bcl-2 overexpressziójának indukálására. A megváltozott génexpresszió eredménye a mitochondrialis integritás fenntartása, és így a kaszpáz-3-aktiváció megakadályozása (23).

A központi idegrendszer korai fejlődése és regenerációs folyamatai során a GAP-43 erőteljes kifejeződése tapasztalható. Elsősorban az axonnövekedéssel áll kapcsolatban. A GAP-43 expresszió mértékét az axonsarjadzás indexeként használják, ez a neuronalis plaszticitás aktivitására utal (27). A GAP-43-at felnőtt patkány agyában is detektálták, fokális ischaemiás sérülést követően (36). A GAP-43 expresszió enyhe fokozódása az infarktust körülvevő gyűrűben növekedett neuronalis plaszticitást jelezhet. A dendritikus arborizáció serkentése mellett ez egy másik pozitív jellemzője lehet a szernek (45, 46). Kimutatták, hogy a Bcl-2 és a BclXL expresszió a penumbrához közeli, túlélő neuronokban aktív túlélési mechanizmus jelenlétére utalhat, ami subletalis károsodást követően megakadályozza ezeknek a neuronoknak a pusztulását (47). Az adenovírus által mediált Bcl-2 overexpresszió GAP-43 overexpressziót indukál az infarktus körüli vékony, gyűrű alakú kérgi régióban (saját, nem publikált megfigyelés). A (-)deprenylről azt mondják, hogy „trofikusfaktor-szerű” a természete, ami szintén hozzájárulhat a védőhatásához. A (-)deprenyl neuronalis növekedési faktor (NGF) expreszszióját indukálja patkányastrocyta-kultúrában és patkány agykérgében in vivo, ami hozzájárul a laesio méretének csökkenéséhez, az a. cerebri media permanens occlusióját követően (13).

Eredményeink támogatják azokat a megfigyeléseket, miszerint a (-)deprenyl sejtvédő hatása annak apoptózis ellenes természetével kapcsolatos. Azt a következtetést vonjuk le, hogy az a. cerebri media permanens occlusióját követően a (-)deprenyl szignifikáns mértékben csökkenti a szelektív sejthalált és valamilyen mértékben valószínűleg a necroticus folyamatokat is, az infarktus körüli gyűrűben és a laesio perifériáján. A (-)deprenyl csökkenti az ischaemia-indukálta kaszpáz-3 overexpresszió mértékét. Mi több, kismértékben még a neuronalis plaszticitást is növeli az infarktus körüli gyűrűben.

A (-)deprenyl hosszú karriert futott be, mióta 1965-ben szintetizálták (48). A Parkinson-kór terápiájában jól megalapozott a helye. A (-)deprenyl más farmakológiai hatásai mellett neuroprotektív hatásai is egyre inkább a figyelem homlokterébe kerülnek. Ebben a tanulmányban a (-)deprenyl apoptózis ellenes és plaszticitást serkentő hatását jellemeztük ischaemiás stroke modellben. A szer ezen tulajdonságai klinikai, terápiás következményeket is vonhatnak maguk után.

 

Köszönetnyilvánítás: Hálásak vagyunk Volner Lászlóné és Druskó Miklósné asszisztenciájáért, szakértő segítségéért és türelméért.
(EU grant No. BMH4-CT-98-3277 és No. IC20-CT-98-0206.)

Irodalom

  1. Lipton P. Ischemic Cell Death in Brain Neurons. Physiological Reviews. 1999;79(4):1431-568.
  2. Sharp FR, Lu A, Tang Y, Milhorn DE. Multiple Molecular Penumbras after Focal Cerebral Ischemia. J Cereb Blood Flow Metab 2000;20:1011-32.
  3. Graham SH, Chen J. Programmed Cell Death in Cerebral Ischemia. J Cereb Blood Flow Metab 2001;21:99-109.
  4. Cramer SC, Chopp M. Recovery recapitulates ontogeny. Trends Neurosci 2000;23:265-71.
  5. Hortobágyi T, Harkány T, Reisch R, Urbanics R, Kálmán M, Nyakas C, et al. Neurotrophin-mediated neuroprotection by solid fetal telencephalic graft in middle cerebral artery occlusion: A preventive approach. Brain Res Bul 1998;47(2):185-91.
  6. Knoll J. (-)Deprenyl (Selegiline), a catecholaminergic activity enhancer (CAE) substance acting in brain. Pharmacol and Toxicol 1998;82(2):57-66.
  7. Magyar K, Szende B, Lengyel J, Tarczali J, Szatmáry I. The neuroprotective and neuronal rescue effects of (-)deprenyl. J Neural Transm 1998;(Suppl) 52:109-23.
  8. Mahmood I. Clinical Pharmacokinetics and pharmacodynamics of selegiline. An update. Clin Pharmacokin 1997;33(2):91-102.
  9. Tatton WG, Wadia JS, Ju WY, Chalmers-Redman RM, Tatton NA. (-)Deprenyl reduces neuronal apoptosis and facilitates neuronal outgrowth by altering protein synthesis without inhibiting monoamine oxidase. J Neural Transm 1996;(Suppl)48:45-59.
  10. Cohen G, Spina MB. Deprenyl suppresses the oxidant stress associated with increased dopamine turnover. Ann Neurol 1989;26:689-90.
  11. Barber AJ, Paterson IA, Gelowitz DL, Voll CL. Deprenyl protects rat hippocampal pyramidal cells from ischemic insult. Soc Neurosci Abstr 1993;19:1646.
  12. Paterson IA, Tatton WG. Anti-apoptotic actions of MAO-B inhibitors. Adv Pharmacol 1998;42:312-5.
  13. Semkova I, Wolz P, Schilling M, Krieglstein J. Selegiline enhances NGF synthesis and protects central nervous system neurons from excitotoxic and ischaemic damage. Eur J Pharmacol 1996;315(1):19-30.
  14. Tang YP, Ma YL, Chao CC, Chen KY, Lee EH. Enhanced glial cell line-derived neurotrophic factor mRNA expression upon (-)-deprenyl and melatonin treatments. J Neurosc Re 1998;53(5):593-604.
  15. Kitani K, Miyasaka K, Kanai S, Carrillo MC, Ivy GO. Upregulation of antioxidant enzyme activities by deprenyl. Implications for life span extension. Annals of the New York Academy of Sciences 1996;786:391-409.
  16. Kitani K, Kanai S, Ivy GO, Carrilo MC. Pharmacological modifications of endogenous antioxidant enzymes with special reference to the effects of deprenyl: a posible antioxidant strategy. Mechanisms of Aging & Development 1999;111(2-3):211-21.
  17. Thomas CE, Huber EW, Ohweiler DF. Hydroxyl and peroxyl radical trapping by the monoamine oxidase-B ihibitors deprenyl and MDL 72,974A: implications for protection of biological substrates. Free Radic Biol Med 1997;22(4):733-7.
  18. Thiffault C, Quiron R, Poirier J. The effect of L-deprenyl and MDL 72974 on mitochondrial respiration: a possible mechanism leading to an adaptive increase in superoxide dismutase activity. Brain Res Mol Brain Res 1997;49(1-2):127-36.
  19. Wadia JS, Chalmers RME, Ju WJH, Carlile GW, Phillips JL, Fraser AD, et al. Mitochondrial membrane potential and nuclear changes in apoptosis caused by serum and nerve growth factor withdrawal: time course and modification by (-)deprenyl. J Neurosci 1998;18:3,932-47.
  20. Ekblom J, Tottmar O, Oreland L. Cytoprotection by deprenyl and tolcapone in a cell culture model of cerebral ischaemia. Pharmacol & Toxicol 1998;83(5):194-9.
  21. Tatton WG, Ju WYL, Holland DP, Tai C, Kwan M. (-)-Deprenyl reduces PC12 cell apoptosis by inducing new protein synthesis. J Neurol Chem 1994;63:1572-5.
  22. Kluck RM. The release of cytochrome c from mitochondria: a primary site for Bcl-2 regulation of apoptosis. Science 1997;275,1132-6.
  23. Reed JC. Cytochrome c: can't live with it – can't live without it. Cell 1997;91:559-62.
  24. Eskes R, Antonson B, Osensand A. Bax-induced cytochrome c release from mitochondria is independent of the mitochondrial transition pore but highly dependent on Mg2+ ions. J Cell Biol 1998;143:217-24.
  25. Holm K, Isacson O. Factors intrinsic to the neuron can induce and maintain its ability to promote axonal outgrowth: a role for BCL2? Trends Neurosci 1999;22(6):269-73.
  26. Li Y, Jiang N, Powers C, Chopp M. Neuronal damage and plasticity identified by MAP-2, GAP-43 and cyclin D1 immunoreactivity after focal ischemia in rat. Stroke 1998;29:1972-81.
  27. Buffo A, Holtmaat AJ, Savio T, Verbeek JS, Oberdick J, Oestreicher AB, et al. Targeted overexpression of the neurite growth-associated protein B-50/GAP-43 in cerebellar purkinje cells induces sprouting after axotomy but not axon regeneration into growth-permissive transplans. J Neurosci 1997;17:8778-91.
  28. Skene H. Axonal growth-associated proteins. Annu Rev Neurosci 1989;12:127-56.
  29. Chopp M, Li Y, Zhang ZG. Protein expression and brain plasticity after transient Middle Cerebral Artery occlusion in the rat. In: Ito U, Fieschi F, Kuroiwa T, Klatzo I (eds.). Maturation Phenomenon in cerebral Ischemia III. Springer, Berlin 1999;193-202.
  30. Coyle P. Middle cerebral artery occlusion in the young rat. Stroke 1982;13:855-9.
  31. Bederson JB, Pitts LH, Germano SM, Nishimura MC, Davis RL, Bartkowski HM. Evaluation of 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride as a stain for detection and quantification of experimental cerebral infarction in rats. Stroke 1986;17:1304-8.
  32. Guegan C, Sola B. Early and sequential recruitment of apoptotic effectors after focal permanent ischemia in mice. Brain Res 2000;856(1-2):93-100.
  33. Nedergaard M. Neuronal injury in the infarct border: a neuropathological study in the rat. Acta Neuropathol 1986;73:267-74.
  34. Nedergaard M, Gjedde A, Diemer NH. Hyperglycemia protects against neuronal injury around experimental brain infarcts. Neurol Res 1987;9:241-4.
  35. Li Y, Chopp M, Jiang N, Zhang ZG, Zaloga C. Induction of DNA fragmentation after 10 to 120 minutes of focal cerebral ischemia in rats. Stroke 1995;26:1252-8.
  36. Li Y, Chopp M, Jiang N, Zaloga C. In situ detection of DNA fragmentation after focal cerebral ischemia in mice. Brain Res Mol Brain Res 1995;28:164-8.
  37. States BA, Honkaniemi J, Weinstein PR, Sharp FR. DNA fragmentation and HSP70 protein induction in hippocampus and cortex occurs in separate neurons following permanent middle cerebral artery occlusions. J Cereb Blood Flow Metab 1996;15:1022-31.
  38. Sasaki C, Kitagawa H, Zhang WR, Warita H, Sakai K, Abe K. Temporal profile of Cytochrome c and caspase-3 immunoreactivities and TUNEL staining after permanent middle cerebral artery occlusion in rats. Neurol Res 2000;22(2):223-8.
  39. Didenko VV, Hornsby PJ. Presence of double-strand breaks with single-base 3' overhangs in cells undergoing apoptosis but not necrosis. J Cell Biol 1996;135:1369-76.
  40. Gold R, Schmied M, Giegerich G, Breitschopf H, Hartung HP, Toyka KV, Lassmann H. Differentiation between cellular apoptosis and necrosis by the combined use of in situ tailing and nick translation techniques. Lab Invest 1994;71:219-25.
  41. Wang KW. Calpain and caspase: can you tell the difference? Trends Neurosci 2000;23:20-6.
  42. Sun Y. Free radicals, antioxidant enzymes, and carcinogenesis. Free Radic Biol Med 1990;8:583-99.
  43. Du C, Hu R, Csernansky CA, Hsu CY, Choi DW. Very delayed infarction after mild focal cerebral ischemia: a role for apoptosis? J Cereb Blood Flow Metab 1996;16:195-201.
  44. Kragten E, Lalande I, Zimmerman K, Roggo S, Schindle P, Muller D, et al. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, the putative target of the antiapoptotic compounds CGP 3466 and R-(-)-deprenyl. J Biol Chem 1998;273:5821-8.
  45. Shankaranarayana RBS, Lakshmana MK, Meti BL, Raju TR. Chronic (-)deprenyl administration alters dendritic morphology of layer III pyramidal neurons in the prefrontal cortex of adult Bonnett monkeys. Brain Res 1999;821(1):218-23.
  46. Lakshmana MK, Rao BS, Dhingra NK, Ravikumar R, Govindaiah R, Meti BL, et al. Chronic (-)deprenyl administration increases dendritic arborization in CA3 neurons of hippocampus and AchE activity in specific regions of the primate brain. Brain Res 1998;796(1-2):38-44.
  47. Isenmann S, Stoll G, Schroeter M, Krajewski S, Reed JC, Bahr M. Differential regulation of Bax, Bcl-2 and Bcl-X proteins in focal cortical ischemia in the rat. Brain Pathol 1998;8(1):49-62.
  48. Knoll J, Ecsery Z, Kelemen K, Nievel J, Knoll B. Phenyl-isopropylmethylpropinylamine (E-250), a new spectrum psychic energizer. Arch Int Pharmacodyn Ther 1965;155:154-64.